РЕГУЛЯЦИЯ АКТИВНОСТИ ЛОКАЛЬНОЙ РЕНИН-АНГИОТЕНЗИНОВОЙ СИСТЕМЫ ТОНКОГО КИШЕЧНИКА: ПОТЕНЦИАЛЬНОЕ УЧАСТИЕ КАТЕПСИНА G

2. Vladimirov Yu.A., Dobretsov G.E. // Fluorescent rimatur est in 

studio biologicum membran.M.: Medicine. 1980. S.130 .

3. Zaitseva O.I., Tereshchenko V.P., Prahin E.I. // Constiterit 

type of cell reactivity in filii. Official Bull. Ros. Patentes officium 
Civitatum: inventa et magnae utilitatis exempla. 2004. №18. S. 26.

4. Rostovcev  V.N.,  Reznik. G.E. // Kolichestvennoe opredelenie 

lipidnih frakcii plazmi krovi. Laboratornoe delo. 1982.  № 4. S. 26 29.

DOI:10.12737/12350

РЕГУЛЯЦИЯ АКТИВНОСТИ ЛОКАЛЬНОЙ 

РЕНИН-АНГИОТЕНЗИНОВОЙ СИСТЕМЫ ТОНКОГО КИШЕЧНИКА: 

ПОТЕНЦИАЛЬНОЕ УЧАСТИЕ КАТЕПСИНА G

Т.С. Замолодчикова, С.М. Толпыго

Лаборатория физиологии мотиваций (рук. – докт. мед. наук проф. 

А.В.Котов) ФГБНУ «НИИ нормальной физиологии имени П.К.Анохина», Москва, 

РФ, tatyanazam@yandex.ru Т.С. Замолодчикова

Иммунофлюоресцентный 
анализ 
биоптатов 
дуоденальной 
слизистой 

человека с использованием катепсин G-специфических антител выявил ранее 
неизвестное место биосинтеза  катепсина G –
клетки Панета кишечных 

желёз. Каталитические свойства катепсина G и его клеточная локализация 
дают основание предполагать существование катепсин G-зависимого  пути 
активации локальной РАС тонкого кишечника, где  катепсину G отводится 
ключевая роль в инициации появления активного ангиотензина-II в 
кишечном эпителии.

Ключевые слова: катепсин G; клетки Панета; ренин-ангиотензиновая 

система

Физиологическая активность кишечника во многом зависит от ренин
ангиотензиновой системы (РАС) 
–
универсального  многофакторного  

регулятора жизненно-важных процессов на организменном, тканевом и 
клеточном уровнях. Доказано участие ангиотензина-II (АТ-II), наиболее 
значимого в функциональном отношении компонента РАС, в регуляции 
кишечной 
моторики, 
секреторно-транспортной 
функции, 
защитно
восстановительных процессах и обеспечении барьерных свойств кишечной 
слизистой [2]. Компоненты локальной РАС кишечника (ангиотензиноген, 
ренин, 
ангиотензин-превращающие 
ферменты, 
рецепторы 
ангиотензина) 

локализованы в покровном эпителии, собственной пластинке (lamina 
propria) и мышечной пластинке (muscularis mucosae) [4]. 

МЕТОДИКА ИССЛЕДОВАНИЯ 
В работе использовали антитела к катепсину G, меченые FITC (Novus 

Biologicals, 
USA). 
Образцы 
биоптатов 
инкубировали 
с 
нормальной 

сывороткой человека для блокирования неспецифического связывания. 
Антитела добавляли в рабочей концентрации на 2 ч при комнатной 
температуре. За 30 мин до окончания инкубации вносили ядерный краситель 
H33342 (Sigma), контрастное окрашивание проводили митохондриальным 
красителем MitoTreckRed (Invitrogen, USA). Образцы отмывали и заливали 
полимеризующейся 
средой 
Mowiol 
4.88 
(Calbiochem, 
Германия) 
и 

анализировали с помощью конфокального сканирующего микроскопа Nikon TE 
2000 Eclipse (Япония).

РЕЗУЛЬТАТЫ ИССЛЕДОВАНИЯ
В слизистой двенадцатиперстной кишки человека в норме присутствуют 

нейтрофилы, 
секреторные 
гранулы 
которых 
содержат 
физиологически 

значимые компоненты, участвующие в воспалительных реакциях, в том числе 
сериновую протеазу катепсин G [1,5]. Катепсин G, участвует во многих 
процессах, связанных с биологической активностью нейтрофилов, таких как 
расщепление интернализированных патогенов, протеолитическая модификация 
хемокинов и цитокинов, активация/инактивация рецепторов на клеточной 
поверхности и апоптоз [5]. В ходе иммунофлюоресцентного анализа 
биоптатов дуоденальной слизистой человека [1] нами было впервые 
показано, что катепсин G синтезируется не только свободными клетками 
врождённого иммунитета (нейтрофилами, тучными клетками, моноцитами), но 
и эпителиоцитами, расположенными на дне кишечных желёз –
клетками 

Панета 
(КП). 
Катепсин 
G-специфическая 
иммунофлуоресценция 

регистрировалась в зоне шероховатого эндоплазматического ретикулума КП, 
в зоне расположения секреторных гранул и в просвете кишечной железы 
[1]. КП секретируют в просвет кишечной железы антимикробные факторы, 
которые защищают стволовые клетки кишечного эпителия от повреждения 
патогенными 
микроорганизмами. 
Полученные 
нами 
результаты 
по 

иммунолокализации катепсина G указывают на постоянное присутствие этой 
протеазы в зоне кишечного эпителия, что может  внести существенные 
коррективы в понимание роли катепсина G в физиологии кишечной 
слизистой. Установлено, что источником биосинтеза ренина в кишечном 
эпителии крысы являются бокаловидные клетки [4]. Известно, что ренин, 
находящийся на вершине каскада активации РАС, синтезируется в виде 
неактивного предшественника –
проренина, активация которого может 

происходить путём протеолитического процессинга катепсином G [3]. 

Представленные в настоящей работе результаты по локализации 

катепсина G в совокупности с вышеупомянутыми литературными данными дают 
основание предполагать существование в тонком кишечнике катепсин Gзависимого пути активации локальной РАС, где катепсину G отводится 
ключевая роль в инициации появления активного АТII в кишечном 

эпителии.

ЛИТЕРАТУРА
1.
Замолодчикова 
Т.С., 
Щербаков 
И.Т., 
Хренников 
Б.Н., 

Свирщевская Е.В. // Биохимия. 2013. Т. 78. № 8. С. 1210 – 1214.

2.
Garg M., Angus P. W., Burrell L. M., Herath C. P., Gibson 

R.,  Lubel J. S. // Aliment. Pharmacol. Ther. 2012. V. 35. N 4. P. 414–
428.

3.
Dzau V.J., Gonzalez D., Kaempfer C., Dubin D., Wintroub B.U. 

// Circ. Res. 1987. V. 60. N 4. P. 595-601.

4.
Shorning B.Y., Jardé T., McCarthy A., Ashworth A., de Leng 

W.W., Offerhaus G.J., Resta N., Dale T. , Clarke A.R. // Gut 2012. V. 
61. N 2. P. 202-213.

5.
Pham C.T. // Nat. Rev. Immunol. 2006. V. 6. N. 7, P. 541
550. 

REGULATION OF THE LOCAL RENIN-ANGIOTENSIN SYSTEM ACTIVITY IN 

SMALL INTESTINE: POTENTIAL PARTICIPATION CATHEPSIN G

T.S. Zamolodchikova, S.M.Tolpygo

Laboratory for Physiology of Motivations,

Р.К. Anokhin Research Institute of Normal Physiology», Moscow, 

Russia

tatyanazam@yandex.ru

Immunofluorescence analysis of duodenal mucosa biopsies of humans, 

using cathepsin of G-specific antibodies has shown previously unknown 
location of cathepsin G biosynthesis Paneth cells of intestinal 

crypts. Catalytic properties of cathepsin G and its cell location give 
a reason to assume the existence of cathepsin G-dependent pathway of 
local renin-angiotensin system activation in small intestine, where 
cathepsin G plays a crucial role in appearance of active angiotensin-II 
in the intestinal epithelium initiation.

Keywords: cathepsin G; Paneth cells; renin-angiotensin system
Small intestine is the central part of the digestive system where 

the digestion and absorption of exogenous dietary substrates generally 
are completed. The intestine physiological activity is largely 
dependent on the renin-angiotensin system (RAS) which is a universal 
multifactorial regulator of vital processes at the organism, tissue and 
cellular levels. Local intestine RAS components (angiotensinogen, 
renin, angiotensin-converting enzymes, and angiotensin receptors) are 
localized in the surface epithelium, lamina propria and muscle plate 
(muscularis mucosae) [4]. Participation of angiotensin-II (AT-II), 
which is the most functionally significant component of the RAS, in the 
regulation of intestinal motility, secretory/transport functions, 
protective and recovery processes, and providing of the barrier 
properties of the intestinal mucosa, is proved [2]. 

MATERIALS AND METHODS
Antibodies to cathepsin G, marked with FITC (Novus Biologicals, 

USA) were used in the work. Biopsy samples were incubated with normal 
human serum for nonspecific binding blocking. The antibodies were added 
in working concentration for 2 hours at ambient temperature. 30 minutes 
before the incubation end, the nuclear dye H33342 (Sigma) was added, a 
contrast staining was performed using mitochondrial dye MitoTreckRed
(Invitrogen, USA). The samples 
were washed and embedded with 

polymerizing media Mowiol 4.88 (Calbiochem, Germany) and analyzed by 
confocal microscopy using Nikon E2000 Eclipse (Japan).

RESULTS 
Secretory granules of neutrophils, which normally present in human 

duodenal mucosa, contain physiologically important components, involved 
in inflammatory responses, including serine protease cathepsin G [1, 
5]. Cathepsin G participates in many processes associated with the 
biological activity of neutrophils, such as the splitting of 
internalized pathogens, proteolytic modification of chemokines and 
cytokines, activation / inactivation of receptors on the cell surface 
and apoptosis [5]. In the course of immunofluorescence analysis of 

human duodenal mucosa biopsies [1], we have shown for the first time 
that cathepsin G is synthesized not only by the innate immune cells 
(neutrophils, mast cells, monocytes), but also by epithelial cells 
located in the bottom of intestinal crypts Paneth cells (PC). 

Cathepsin G-specific immunofluorescence was detected in the PC zone of 
rough endoplasmic reticulum, in the area of secretory granules and in 
the lumen of the intestinal crypt [1]. PC secretes into the lumen of 
the intestinal crypt the antimicrobial factors which protect stem cells 
of 
the 
intestinal 
epithelium 
against 
damage 
by 
pathogenic 

microorganisms. Our results about the immunolocalization of cathepsin G 
indicate constant presence of this protease in intestinal epithelium 
area, which can make significant adjustments in understanding of 
cathepsin G role in the intestinal mucosa physiology. It was 
established that goblet cells are the source of renin biosynthesis in 
rat intestinal epithelium [4]. It is known that renin, located on top 
of the RAS activation cascade, is synthesized as an inactive precursor 
- prorenin, activation of which may occur by proteolytic processing of 
cathepsin G [3].

Data presented in this paper about cathepsin G localization 

together with above mentioned published data give reason to assume the 
existence of cathepsin G-dependent pathway of local RAS activation in 
small intestine, where cathepsin G plays a key role in initiating the 
emergence of active AT-II in the intestinal epithelium.

REFERENCES
1. Zamolodchikova T.S., Scherbakov I.T., Khrennikov B.N., 

Svirshchevskaya E.V. // Biochemistry (Mosc). 2013. V. 78. N. 8. P. 954957.

2. Garg M., Angus P. W., Burrell L. M., Herath C. P., Gibson R.,  

Lubel J. S. // Aliment. Pharmacol. Ther. 2012. V. 35. N 4. P. 414–428.

3. Dzau V.J., Gonzalez D., Kaempfer C., Dubin D., Wintroub B.U. // 

Circ. Res. 1987. V. 60. N 4. P. 595-601.

4. Shorning B.Y., Jardé T., McCarthy A., Ashworth A., de Leng 

W.W., Offerhaus G.J., Resta N., Dale T. , Clarke A.R. // Gut 2012. V. 
61. N 2. P. 202-213.

5. Pham C.T. // Nat. Rev. Immunol. 2006. V. 6. N. 7, P. 541-550.

DOI:10.12737/12351

РАСПРЕДЕЛЕНИЕ РИТМОВ ЭЭГ ПРИ ФИЗИЧЕСКИХ НАГРУЗКАХ ЦИКЛИЧЕСКОЙ

И СИЛОВОЙ НАПРАВЛЕННОСТИ

А.Н. Захарова, А.В. Кабачкова, Г.С. Лалаева, Л.В. Капилевич

Национальный исследовательский Томский государственный университет, 

Томск, Россия

azakharova91@gmail.com

В исследовании представлены данные об особенностях распределения и 

доминирования основных ритмов ЭЭГ (альфа-, бета-, тета- и дельта-ритмы) 
у 
обследуемых 
при 
предъявлении
циклических 
(бег) 
и 
силовых 

(пауэрлифтинг) нагрузок. Следует отметить высокий индекс дельта-ритма в