Кристаллография, 2024, № 2

Российская академия наук
КРИСТАЛЛОГРАФИЯ
Том 69     № 2     2024     Март–Апрель
Основан в 1956 г.
Выходит 6 раз в год
 
ISSN 0023-4761
Журнал издается под руководством 
Отделения физических наук РАН
Главный редактор 
М. В. Ковальчук
Редакционная коллегия:
А.С. Авилов, В.Л. Аксёнов, В.А. Бушуев,
А.Э. Волошин (заместитель главного редактора), И.Л. Ерёменко,
 
А.Г. Забродский, М.Ю. Каган, В.М. Каневский,
П.К. Кашкаров (заместитель главного редактора), 
В.В. Кведер, С.Л. Киселев,
А.Ф. Константинова (ответственный секретарь),
А.Г. Литвак, А.А. Макаров, Э.Х. Мухамеджанов, 
В.Я. Панченко, В.О. Попов, Д.Ю. Пущаровский,
Н.И. Сорокина, С.Н. Чвалун
Зав. редакцией И.Н. Миронова
Адрес редакции: 1119333, В-333, Ленинский проспект, 59
 
тел. 8(499)135-60-70
E-mail: redcryst@crys.ras.ru
Москва
ФГБУ «Издательство «Наука»
© Российская академия наук, 2024
© Редколлегия журнала “Кристаллография” 
    (составитель), 2024

СОДЕРЖАНИЕ
Том 69, номер 2, 2024
Колонка главного редактора 
171
ОБЗОРЫ
Рентгеноструктурные исследования белков в Институте кристаллографии  
им. А.В. Шубникова РАН
И. П. Куранова, А. А. Лашков, В. Р. Самыгина 
173
Электроиндуцированные фотонные структуры в холестерических и нематических  
жидких кристаллах
С. П. Палто, А. Р. Гейвандов, И. В. Касьянова, Д. О. Рыбаков, И. В. Симдянкин,  
Б. А. Уманский, Н. М. Штыков 
192
Кристаллы солей переходных элементов никеля и кобальта для оптических фильтров
В. Л. Маноменова, Е. Б. Руднева, Н. А. Васильева, Н. И. Сорокина, В. А. Коморников,  
Д. С. Матвеева, М. С. Лясникова, В. В. Гребенев, С. И. Ковалёв, А. Э. Волошин 
206
ДИФРАКЦИЯ И РАССЕЯНИЕ ИОНИЗИРУЮЩИХ ИЗЛУЧЕНИЙ
Субнаносекундная рентгенодифракционная методика изучения лазерно-индуцированных 
поляризационно-зависимых процессов на КИСИ-Курчатов
М. В. Ковальчук, Е. И. Мареев, А. Г. Куликов, Ф. С. Пиляк, Н. Н. Обыденнов,  
Ф. В. Потёмкин, Ю. В. Писаревский, Н. В. Марченков, А. Е. Благов 
221
Рентгеновское малоугловое рассеяние в изучении структуры неупорядоченных наносистем
В. В. Волков, П. В. Конарев, М. В. Петухов, В. Е. Асадчиков 
230
РЕАЛЬНАЯ СТРУКТУРА КРИСТАЛЛОВ
Микроструктура наночастиц золота, полученных из раствора золотохлористоводородной кислоты 
облучением пикосекундным лазером
А. Л. Васильев, А. Г. Иванова, В. И. Бондаренко, А. Л. Головин, В. В. Кононенко,  
К. Х. Ашиккалиева, Е. В. Заведеев, В. И. Конов 
243
Легирование золотом кристаллов ZnO при их росте методом пар–жидкость–кристалл
П. Л. Подкур, И. С. Волчков, Л. А. Задорожная, В. М. Каневский 
252
СТРУКТУРА НЕОРГАНИЧЕСКИХ СОЕДИНЕНИЙ
Структура и проводимость допированных литием флюоритоподобных молибдатов Nd5Mo3O16
Е. И. Орлова, М. П. Трухачева, Т. А. Сорокин, В. Б. Кварталов, А. М. Антипин, Н. В. Лысков, 
E. П. Харитонова, Н. Е. Новикова, Н. И. Сорокина, О. А. Алексеева, В. И. Воронкова 
259
СТРУКТУРА МАКРОМОЛЕКУЛЯРНЫХ СОЕДИНЕНИЙ
Олигомеризация белка IHF в присутствии катионов металлов
А. М. Гордиенко, Л. А. Дадинова, М. В. Петухов, А. А. Можаев, В. А. Манувера, В. Н. Лазарев, 
Э. В. Штыкова 
268
КРИСТАЛЛОГРАФИЯ В БИОЛОГИИ И МЕДИЦИНЕ
Новые подходы в томографической визуализации суставов, контрастированных с помощью 
рентгеноконтрастных наночастиц и лазерного излучения
А. И. Омельченко, И. Г. Дьячкова, Д. А. Золотов, А. А. Калоян, В. О. Шепелева, К. М. Подурец 
277

ФИЗИЧЕСКИЕ СВОЙСТВА КРИСТАЛЛОВ
Ab initio молекулярно-динамическое моделирование суперионного состояния твердого  
раствора Pb0.78Sr0.19K0.03F1.97: особенности поведения фтор-ионной подрешетки
А. В. Петров, Ц. Цзи, И. В. Мурин, А. К. Иванов-Шиц 
284
Структура и оптические свойства кристаллов семейства лангасита (La1–xNdx)3Ga5SiO14  
(x = 0, 0.4, 0.6, 1)
Т. Г. Головина, А. Ф. Константинова, А. П. Дудка, А. В. Буташин, Б. А. Уманский,  
Н. С. Козлова, В. М. Касимова, Е. В. Забелина 
290
ПОВЕРХНОСТЬ, ТОНКИЕ ПЛЕНКИ
Локализация алюминия в слоях ZnO:Al, полученных методом магнетронного  
распыления
А. Ш. Асваров, А. Э. Муслимов, В. М. Каневский, А. Х. Абдуев, А. К. Ахмедов 
303
Молекулярно-лучевая эпитаксия тонких пленок CdTe на Si и Al2O3
И. О. Кошелев, И. С. Волчков, П. Л. Подкур, Д. Р. Хайретдинова, И. М. Долуденко,  
В. М. Каневский 
314
НАНОМАТЕРИАЛЫ, КЕРАМИКА
Особенности синтеза наночастиц LiRF4 (R = Er–Lu) методом высокотемпературного  
соосаждения и их фотолюминесцентные свойства
А. В. Кошелев, В. В. Артемов, Н. А. Архарова, M. S. Seyed Dorraji, Д. Н. Каримов 
319
РОСТ КРИСТАЛЛОВ
Кристаллы линейных аценов: особенности парофазного роста и некоторые свойства
А. А. Кулишов, Г. А. Юрасик, М. С. Лясникова, А. С. Лесников, В. А. Постников 
330
Влияние концентрации активатора на спектрально-люминесцентные и сцинтилляционные 
характеристики кристаллов ИАГ:Ce
В. А. Федоров, Е. В. Антонов, И. Д. Веневцев, Е. С. Салтанова, Б. В. Набатов,  
В. М. Каневский 
345
Флюоритовые твердые растворы конгруэнтного характера плавления в системах  
PbF2–CdF2–RF3
И. И. Бучинская, П. П. Федоров 
353
ПРИБОРЫ, АППАРАТУРА
Лабораторная рентгеновская микротомография: метод восстановления внутренней  
трехмерной структуры объектов различной природы
Д. А. Золотов, А. В. Бузмаков, И. Г. Дьячкова, Ю. С. Кривоносов, Ю. И. Дудчик,  
В. Е. Асадчиков 
363

КРИСТАЛЛОГРАФИЯ, 2024, том 69, № 2,  с. 171–172
КОЛОНКА ГЛАВНОГО РЕДАКТОРА
DOI: 10.31857/S0023476124020014, EDN: YUEANW 
Уважаемые читатели!
Редколлегия журнала “Кристаллография” продолжает публикацию тематических номеров, посвященных росту, изучению структуры, состава 
и свойств как неорганических, так и органических 
материалов.
Предлагаемый вашему вниманию выпуск, посвященный 80-летию со дня основания Института 
кристаллографии им. А.В. Шубникова РАН, знакомит с исследованиями, выполненными при участии сотрудников Института.
Институту кристаллографии имени А.В. Шубникова в ноябре 2023 г. исполнилось 80 лет. За эти 
годы пройден огромный путь. Началась история 
в 1930 г., когда А.В. Шубников возглавил сектор 
кристаллографии в Институте геохимии, минералогии и кристаллографии им. М.В. Ломоносова. 
Затем в 1937 г. сектор был реорганизован в Лабораторию кристаллографии АН СССР. Во время 
Великой Отечественной войны Лаборатория активно работала на победу. Кристаллы сегнетовой 
соли и кварца, которые растили сотрудники Лаборатории, были жизненно необходимы для оборонной промышленности. Затем распоряжением 
Президиума АН СССР от 16 ноября 1943 г. на базе 
Лаборатории кристаллографии АН СССР создан 
Институт кристаллографии Академии наук СССР. 
Так в 1943 г. из небольшой лаборатории возник 
Институт кристаллографии, стал всемирно известным и единственным в мире институтом, занимающимся кристаллографией.
Институт кристаллографии на протяжении 
всей своей истории развивался и менялся в соответствии с теми задачами, которые ставились 
перед наукой руководством страны. Первым директором Института кристаллографии стал академик А.В. Шубников. При нем “лицом” Института кристаллографии были рост кристаллов, аналогичных природным, изучение их физических 
свойств (оптических, механических, электрических), классический рентгеноструктурный анализ 
и кристаллохимия минералов. Были не только выращены, но и разработаны технологии роста таких 
необходимых промышленности кристаллов, как 
кварц, рубин, сапфир. В 1956 г. был организован 
профильный журнал “Кристаллография”, в котором были опубликованы и продолжают публиковаться важнейшие научные результаты в области 
исследования кристаллов.
Б.К. Вайнштейн, став в 1962 г. директором Института кристаллографии, продолжил традиции 
А.В. Шубникова, направляя развитие кристаллографии как науки, объединяющей исследования 
роста, структуры и свойств кристаллов. Институт 
кристаллографии под руководством академика 
Б.К. Вайнштейна стал знаменит своими работами в области выращивания, изучения структуры 
и свойств биоорганических объектов. Были развиты новые методы изучения атомной и реальной структуры конденсированных сред (включая 
рентгеноструктурный анализ белков, малоугловое рассеяние, электронную микроскопию, рентгеновскую дифрактометрию, топографию и др.), 
новые технологии роста кристаллов, не имеющих 
природных аналогов, например лазерных. Космическая тема в работе Института началась с 1976 г. 
с кристаллизации водорастворимых кристаллов 
KAl(SO4)2 на станции “Салют 5”. Работы по кристаллизации различных белков в космосе продолжаются и в настоящее время, что позволяет получать совершенные кристаллы белков и расшифровать их структуру.
Благодаря предвидению и усилиям члена-корреспондента М.В. Ковальчука, который стал директором в  1998 г., Институт кристаллографии 
смог пережить тяжелые времена 90-х и не только 
продолжил свое развитие, но занял ключевые позиции в реализации научно-технических проектов 
государственной важности, связанных с мегаустановками. Речь идет об оснащении и использовании специализированных источников синхротронного рентгеновского излучения и нейтронов.
В новый, XXI век Институт кристаллографии 
вступил обновленным, с научной тематикой, соответствующей вызовам нового времени. В этот момент сформировались три приоритетных направления исследований, ориентированных на новые 
направления развития науки, но при этом сохранившие преемственность научного опыта и традиций:
171

В 2016 г. Институт кристаллографии был преобразован в ФНИЦ “Кристаллография и фотоника” РАН в форме присоединения к нему Института 
проблем лазерных и информационных технологий 
РАН, Института систем обработки изображений 
РАН и Центра фотохимии РАН. Основной задачей 
ФНИЦ стало выполнение на мировом уровне полного цикла междисциплинарных фундаментальных 
и прикладных научных исследований в области 
кристаллографии, фотоники, природоподобных 
технологий, аддитивных технологий, супрамолекулярной химии. Цель этих исследований – создание 
принципиально нового поколения функциональных материалов и разработка качественно новых 
технологий с учетом современных и перспективных государственных потребностей для обеспечения технологического превосходства и укрепления безопасности России. Выполнение этих задач 
было бы невозможно без тесного и плодотворного 
сотрудничества с Курчатовским институтом (НИЦ 
КИ). Институт кристаллографии выполняет грант 
в  рамках реализации ФНТП “Программы синхротронных и нейтронных исследований и исследовательской инфраструктуры”, разрабатывает 
уникальное оборудование для Российских синхротронов, совместно с НИЦ КИ. Поэтому совершенно естественным было решение правительства 
РФ в феврале 2023 г. о переходе ФНИЦ под ведомство НИЦ КИ, а затем в июле этого года в состав 
НИЦ КИ. Таким образом, кристаллография, междисциплинарная и обновленная, продолжит свое 
развитие в научной системе нового времени.
– нано- и биоорганические материалы (получение, синтез, структура, свойства, методы диагностики на основе рентгеновского и синхротронного излучения, электронов, нейтронов и зондовой 
микроскопии);
– фундаментальные аспекты образования кристаллических материалов и наносистем, их реальная структура и свойства;
– новые кристаллические и функциональные 
материалы.
Сохранив полную преемственность, например, 
в работах по росту неорганических кристаллов 
и пленок со времен А.В. Шубникова, в развитии 
белковой кристаллографии, начатой Б.К. Вайнштейном, М.В. Ковальчуком был совершен переход на качественно новый уровень исследований. 
Переход в исследованиях от неорганики к биоорганике был бы невозможен без использования 
уникальных возможностей мощных источников 
рентгеновского и нейтронного излучений, создания уникальных методик “слежения” за отдельными атомами с помощью фазочувствительных 
методов на основе многоволновой дифракции, 
полного внешнего отражения и стоячих рентгеновских волн.
Также в это время развивается принципиально 
новая методология научных исследований, основанная на междисциплинарности важнейших научных направлений. Расширяется использование 
уникальных мегаустановок  – в  первую очередь 
мощных источников рентгеновских и нейтронных пучков – синхротронов, лазеров на свободных электронах. Все это открывает широчайшие 
возможности по определению положения атомов 
в пространстве, изучению кинетики их движения 
с фемтосекундным временным разрешением, например в процессе химических реакций.
Главный редактор, член-корреспондент РАН 
Профессор М.В. Ковальчук
Приглашенный редактор выпуска 
доктор физ.-мат. наук В.М. Каневский
 
КРИСТАЛЛОГРАФИЯ 
том 69 
№ 2 
2024

КРИСТАЛЛОГРАФИЯ, 2024, том 69, № 2,  с. 173–191
ОБЗОРЫ
УДК 544.1+548.737+577.1+577.3
РЕНТГЕНОСТРУКТУРНЫЕ ИССЛЕДОВАНИЯ БЕЛКОВ В ИНСТИТУТЕ 
КРИСТАЛЛОГРАФИИ ИМ. А.В. ШУБНИКОВА РАН
© 2024 г.   И. П. Куранова1, А. А. Лашков1,*, В. Р. Самыгина1
 и др.
1Институт кристаллографии им. А.В. Шубникова Курчатовского комплекса кристаллографии и фотоники  
НИЦ “Курчатовский институт”, Москва, Россия
*E-mail: alashkov83@gmail.com
Поступила в редакцию 15.12.2023 г.
После доработки 12.01.2024 г.
Принята к публикации 12.01.2024 г.
Становление и развитие рентгеновской кристаллографии макромолекул или белковой кристаллографии является одним из выдающихся достижений науки в XX веке. Возможность на 
атомном уровне определить пространственную структуру макромолекул белков и нуклеиновых 
кислот обеспечило стремительное развитие молекулярной биологии, биохимии, биоинженерии, 
биотехнологии, позволило достичь современного уровня фармакологии. В обзоре рассмотрены 
результаты ряда исследований белковых структур, выполненных в Институте кристаллографии 
им. А.В. Шубникова РАН, начиная с 60-х гг. прошлого века и проводимых в настоящее время.
DOI: 10.31857/S0023476124020025, EDN: YTYTUV  
ОГЛАВЛЕНИЕ
Введение
1. Структура леггемоглобина
2. Структуры каталаз
3. Пиридоксалевые ферменты
4. Неорганические пирофосфатазы
5. Аспарагиназы
6. Кристаллизация белков в условиях микрогравитации
7. Карбоксипептидазы
8. Структура аллергена Der_p_3
9. Фосфопантетеин аденилилтрансфераза Mycobaterium tuberculosis
10. Нуклеозидфосфорилазы
10.1. Пуриннуклеозидфосфорилазы
10.2. Уридинфосфорилазы
10.3 Тимидинфосфорилазы и  широкоспецифичная пиримидинфосфорилаза
11. Церулоплазмин
12. Токсин из яда очковой кобры
Заключение
ВВЕДЕНИЕ
белковой кристаллографии, является одним из выдающихся достижений науки в XX веке. Возможность на атомном уровне определить пространственную структуру макромолекулы, используя 
дифракционную картину от монокристалла, обеспечило стремительное развитие молекулярной 
биологии, биохимии, биоинженерии, биотехнологии, позволило достичь современного уровня фармакологии.
Рентгеноструктурный анализ (РСА) стал первым методом, примененным для определения 
пространственной структуры макромолекул. В настоящее время для этой цели также используются 
методы электронной микроскопии, ядерного магнитного резонанса (ЯМР), но до сих пор РСА сохраняет свое ведущее значение. Из 250 тыс. пространственных структур биомакромолекул, депонированных в международную базу данных, ~80% 
определены этим методом.
В 1913 г., на следующий год после открытия Лауэ 
дифракции рентгеновских лучей на кристаллах, 
Брэгг определил структуру кристалла поваренной 
соли [1]. Вскоре последовала расшифровка структур ряда сложных органических молекул, в том 
числе физиологически активных. В 1957 г. Дороти 
Кроуфорд-Хочкин была присуждена Нобелевская 
премия за расшифрованные в 1949 г. пространственные структуры пенициллина и витамина В12 
[2]. Однако только в 1934 г. была получена первая 
рентгенограмма от белкового кристалла – пепсина 
[3]. Это показало, что белок имеет упорядоченную 
Становление и развитие рентгеновской кристаллографии макромолекул, так называемой 
173

КУРАНОВА и др.
Результаты первых исследований, проведенных 
в ИК РАН, были высоко оценены Международным 
кристаллографическим сообществом, что позволило совместно с Институтом белка РАН в 1986 г. 
провести в г. Пущино Международную школу по 
молекулярной биологии, в работе которой приняли участие и прочитали лекции наиболее известные в то время ученые в области белковой кристаллографии (проф. Г. Додсон, М. Россман, Т. Бланделл и др.).
1. СТРУКТУРА ЛЕГГЕМОГЛОБИНА
Первым белком, который был выделен, очищен и закристаллизован в лаборатории белковых 
структур и для которого была установлена пространственная структура, стал леггемоглобин (ЛБ) 
[8–11]. Пространственная структура ЛБ была первой не только в ИК РАН, но и входила в небольшое число первых установленных к тому времени 
белковых структур.
В клубеньках бобовых растений, инокулированных бактериями Rhizobium sp., ЛБ обеспечивает 
диффузию кислорода к азотфиксирующим бактероидам. Обладая высоким сродством к кислороду, 
ЛБ поддерживает уровень кислорода, достаточно 
высокий для протекания реакций окислительного фосфорилирования в бактероидах и достаточно 
низкий, чтобы не вызвать инактивацию нитрогеназного комплекса, работающего в анаэробных условиях. Уже по структуре ЛБ, установленной при 
разрешении 5 Å [11], стало ясно, что полипептидная цепь белка свернута таким же образом, как 
в гемоглобинах животных. Обнаруженная впервые 
гомология пространственных структур гемоглобинов животного и растительного происхождения 
позволила предположить, что общие предшественники этих белков существовали более 1.3 миллиарда лет назад, когда царство растений отделилось от 
животного мира. Отметим, что такой консерватизм 
пространственной структуры в гемоглобинах проявился на фоне небольшой гомологии первичной 
структуры.
Расшифрованные позднее при высоком разрешении структуры ЛБ (рис. 1) в дезокси- и оксиформах в комплексе с низкомолекулярными лигандами 
(СО, NO, CN–, F–) и с крупными органическими 
молекулами (нитробензол, никотиновая кислота) 
позволили установить особенности строе 
ния гемового кармана ЛБ, ответственные за высокое сродство белка к кислороду [12–16].
2. СТРУКТУРЫ КАТАЛАЗ
и одинаковую структуру для всех своих молекул. 
Однако возможность интерпретации дифракционных картин от белковых кристаллов появилась 
лишь в 1954 г. благодаря работам Грина Ингрема 
и Макса Перутца, которые предложили способ решения фазовой проблемы в РСА белков, названный методом полиизоморфного замещения [4].
Первая структура белка миоглобина кашалота была расшифрована Джоном Кендрью только 
в 1958 г., сначала с разрешением 6 Å [5], а в 1960 г. 
с разрешением 2 Å [6]. В этом же году М. Перутцем была определена электронная плотность и расшифрована пространственная структура гемоглобина с разрешением 5 Å [7]. За эти работы в 1962 г. 
М. Перутц и Дж. Кендрью стали лауреатами Нобелевской премии.
В 1958 г., когда была опубликована первая белковая структура и который можно считать годом 
рождения белковой кристаллографии, директором 
Института кристаллографии АН СССР (ИК РАН) 
Борисом Константиновичем Вайнштейном был 
подписан приказ о создании первой в СССР лаборатории структуры белка, первым заведующим 
которой он стал. Эксперименты со сложными биологическими объектами с применением нового, 
развивающегося физического метода требовали 
объединения специалистов разных областей и поэтому коллектив созданной лаборатории включал 
в себя физиков, химиков, биологов и математиков. 
Были созданы условия и подготовлены специалисты для проведения полного цикла работ по белковой кристаллографии: выделения, очистки белков, 
выращивания белковых кристаллов, приготовления тяжелоатомных изоморфных производных, 
получения дифракционных наборов, расшифровки 
структур и построения моделей молекул. Широкий 
круг контактов лаборатории с биологическими институтами Академии наук и некоторыми зарубежными институтами позволил начать совместные 
проекты по изучению структур и функций ряда 
белков.
В содружестве с Институтом физиологии растений был начат проект по кристаллизации леггемоглобина – растительного аналога гемоглобина из 
клубеньков азотфиксирующих растений, с Институтом молекулярной биологии – по исследованию 
аспартаттрансаминотрансферазы и рибонуклеазы, 
с Институтом экспериментальной медицины было 
начато исследование церулоплазмина, с Институтом генетики и селекции промышленных микроорганизмов – карбоксипептидазы, с Институтом биохимии Берлинского университета им. Гумбольдта – 
неорганической пирофосфатазы дрожжей и т. 
д.
После того как в 1971 г. был организован Международный банк белковых данных (PDB), к 1980 г. 
из 100 структур, представленных в базе, шесть были 
депонированы сотрудниками ИК РАН.
Большой цикл работ был проведен по кристаллизации и изучению структуры другой группы гемсодержащих белков – каталаз. В то время 
каталазы были самыми большими по размерам 
 
КРИСТАЛЛОГРАФИЯ 
том 69 
№ 2 
2024

 
РЕНТГЕНОСТРУКТУРНЫЕ ИССЛЕДОВАНИЯ БЕЛКОВ 
175
(a)
ɛ
HEM
Рис. 1. Кристаллы (а) и структура (б) леггмоглобина (PDB ID: 1LH1).
к семейству пиридоксалевых ферментов – аспартатаминотансферазы (ААТФ) [20].
Пиридоксалевые ферменты, содержащие пиридоксаль-5´-фосфат (активная форма витамина 
В6) в качестве кофактора, регулируют процессы 
метаболизма аминокислот, катализируя реакции 
трансаминирования, альдольного расщепления, 
рацемизации, D-, E-, J-элиминирования. Катализ 
с участием этих ферментов включает в себя ряд 
последовательных стадий. Из-за обратимости реакций они представляют интерес в качестве высокоспецифичного катализатора для получения 
сверхчистых препаратов аминокислот. ААТФ катализируют обратимую реакцию переноса аминогруппы от аспартата к кетоглутарату. Пространственная структура ААТФ сердца кур установлена 
при разрешении 2.8 Å. Несколько позже была определена структура других ферментов этой группы – 
тирозинфеноллиазы Erwinia herbicola и триптофаназы Proteus vulgaris.
Анализ трехмерных структур пиридоксальзависимых ферментов выявил изменения конформации белковой глобулы и кофермента в процессе катализа, позволил более детально представить 
пространственный механизм этой сложной многостадийной реакции и проследить конформационные изменения, сопровождающие переход пиридоксалевой формы в пиридоксаминовую.
4. НЕОРГАНИЧЕСКИЕ ПИРОФОСФАТАЗЫ
молекулами белков (250–300 кДа), исследованными методом РСА.
Каталазы катализируют один из самых быстрых 
ферментативных процессов – разложение перекиси 
водорода на воду и кислород. Каталазы обнаружены во всех растениях, животных и в большинстве 
аэробных бактерий, где происходят процессы клеточного дыхания с участием цитохромов, т. 
е. где 
в результате восстановления кислорода образуется 
перекись водорода, токсичная для клетки. Защита клетки от повреждающего действия перекиси 
водорода – основная функция каталаз. Структуры двух гемовых каталаз (из грибов Penicillum vitale 
и из микроорганизма Micrococcus lysodeikticus) первоначально были установлены при разрешении 3 Å, 
а позже уточнены при разрешении 2 и 1.5 Å [17–18].
Каталаза Penicillum vitale была первым белком, 
закристаллизованным с  использованием нового ультрацентрифужного метода кристаллизации, 
разработанного в ИК РАН. Поскольку данные не 
только о третичной, но и о первичной структуре 
ферментов этого семейства отсутствовали, аминокислотная последовательность первоначально была 
расшифрована по карте электронной плотности. 
Позже было показано, что укладка полипептидной 
цепи гемовых каталаз является уникальной и неизменной в течение всего эволюционного периода. 
Она была названа каталазным типом свертывания.
Впервые была исследована структура димарганцевой каталазы из термофильной бактерии Thermus 
thermophilus, относящейся к семейству негемовых 
каталаз, содержащих в активном центре два иона 
марганца [19]. Анализ структур, решенных при разрешении 3 и 1 Å, позволил сделать предположение 
о местах присоединения перекиси водорода и предложить пространственный механизм реакции.
3. ПИРИДОКСАЛЕВЫЕ ФЕРМЕНТЫ
В содружестве с Институтом молекулярной биологии проводилось изучение белка, относящегося 
Большой вклад был внесен в изучение структуры неорганических пирофосфатаз (НПФ). Работы 
по кристаллизации и изучению структуры и свойств НПФ дрожжей проводились в  содружестве 
с Институтом биохимии Берлинского университета им. Гумбольдта [21–26].
НПФ, относящиеся к ферментам фосфорного 
обмена, участвуют в процессах, сопровождающих 
биологическое превращение энергии в живых организмах, обеспечивая перенос фосфатных групп. 
КРИСТАЛЛОГРАФИЯ 
том 69 
№ 2 
2024

КУРАНОВА и др.
же подхода. Перезамораживание в криорастворе, 
не содержащем фторид-ион, позволило запустить 
ферментативную реакцию и получить несколько 
структур с продуктом реакции в активном центре 
[39]. Позднее была получена структура пирофосфатазы V. cholerae [40].
Строение активного центра во всех четырех 
исследованных пирофосфатазах оказалось весьма сходным. Общие закономерности, установленные для этих структур, помогли определить, какие 
структурные элементы изменяются у пирофосфатаз из других организмов [41]. На основе сравнения 
структур были выявлены причины, способствующие повышению термостабильности ферментов, 
что позволяет планировать эксперименты по получению мутантных форм.
5. АСПАРАГИНАЗЫ
Совместно с Институтом биомедицинской химии РАМН и Институтом генетики и селекции 
промышленных микроорганизмов исследованы 
пространственные структуры ферментов семейства 
аспарагиназ. Белки семейства аспарагиназ катализируют превращение аспарагина в аспарагиновую 
кислоту и аммиак. Интерес к изучению этих белков 
связан с их широким применением при терапии 
острых лимфобластных лейкозов. Терапевтическое 
действие аспарагиназы связано с тем, что в клетках 
опухолей отсутствует фермент аспарагинсинтетаза, 
и отсутствие одной из аминокислот – аспарагина – 
нарушает биосинтез белка в раковых клетках. Однако противопухолевое действие аспарагиназы сопровождается рядом токсических эффектов, зависящих главным образом от ее способности наряду 
с аспарагином катализировать гидролиз глутамина 
до глутаминовой кислоты. Глутамин является главным переносчиком аминогрупп и понижение его 
содержания отрицательно сказывается на состоянии организма. Поэтому одна из целей изучения 
аспарагиназ связана с потребностью конструирования фермента, обладающего высокой аспарагиназной и минимальной глутаминазной активностью.
Были выращены кристаллы и  установлены 
пространственные структуры обладающих уменьшенной глутаминазной активностью аспарагиназ 
Erwinia carotovora и мутантной формы аспарагиназы Wolinella succinogenes как в свободном состоянии, так и в комплексах с продуктами реакции – 
аспарагиновой и глутаминовой аминокислотами.
Аспарагиназа Erwinia carotovora имеет высокую 
противоопухолевую активность, низкую токсичность и в течение ряда лет успешно применяется 
при лечении острой лимфобластной лейкемии. 
Структура апоформы фермента была определена при разрешении 3 Å (рис. 2), структура комплексов с  L-аспарагиновой и  L-глутаминовой 
Основная реакция, катализируемая растворимыми пирофосфатазами – гидролиз макроэргической фосфоангидридной связи неорганического 
пирофосфата (PРi) до ортофосфата. PPi образуется как продукт реакций биосинтеза, протекающих 
с участием АТФ, и является важным компонентом 
клеточного метаболизма. Концентрация PPi влияет на уровень цикло-АМФ, воспроизводство генетической информации, процессы минерализации тканей. Гидролиз PPi в реакциях биосинтеза 
приводит к тому, что две высокоэнергетические 
связи расходуются на каждую вновь образующуюся связь биополимера, что делает практически 
необратимым биосинтез ДНК, РНК и  белков. 
НПФ, содержащиеся в мембранах митохондрий 
или в хроматофорах фотобактерий, катализируют энергозависимый синтез РPi. Последующий 
гидролиз PPi сопрягается с переносом протона 
через мембрану и возникновением мембранного 
потенциала. Все НПФ являются металлозависимыми ферментами: присутствие двухвалентных 
ионов металла абсолютно необходимо для их активности.
Установленная пространственная структура 
НПФ дрожжей Saccharomyces cerevisiae была первой 
для белков этого семейства [23, 25–27]. Описано 
строение активного центра фермента, локализовано положение связанных ионов металла. Анализируя результаты, удалось различить, какие из ионов металла были первоначально связаны с ферментом, а  какие присоединились с  субстратом. 
Были объяснены причины инактивации фермента 
иона 
ми кальция. На основании анализа структуры были уточнены предлагавшиеся ранее кинетические схемы катализа пирофосфатазой и уточнен 
ранее предложенный механизм реакции [28–32].
Впервые была выделена, охарактеризована и закристаллизована пирофосфатаза из термофильного штамма Thermus thermophilus, превосходящая по 
термостабильности остальные ферменты этого семейства [33, 34]. Структура этого фермента была 
определена при разрешении 2 Å [35].
Несколько позже изучение белков семейства пирофосфатаз было продолжено совместно с Институтом физико-химической биологии им. А.Н. Белозерского МГУ на примере пирофосфатазы E. coli 
[36, 37]. В опытах по кристаллизации пирофосфатазы E. coli были разработаны методы улучшения 
качества кристаллов. Путем нескольких циклов 
обратимого перезамораживания кристаллов удалось улучшить дифракцию до разрешения ~1 Å. 
Этот подход был использован, чтобы получить 
комплекс фермента с ингибитором – ионом кальция и субстратом. Структура позволила предположить механизм ингибирования пирофосфатазы 
[38]. Другой ингибитор, фторид-ион, был использован для исследования промежуточных стадий 
ферментативной реакции с использованием того 
 
КРИСТАЛЛОГРАФИЯ 
том 69 
№ 2 
2024

 
РЕНТГЕНОСТРУКТУРНЫЕ ИССЛЕДОВАНИЯ БЕЛКОВ 
177
Рис. 2. Пространственная структура аспарагиназы 
из Erwinia carotovora (PDB ID: 1ZCF).
меняется при введении мутаций. Увеличение подвижности мобильной петли может быль одной 
из причин, влияющих на изменение субстратной 
специфичности мутантной формы L-аспарагиназы [46].
6. КРИСТАЛЛИЗАЦИЯ БЕЛКОВ В УСЛОВИЯХ 
МИКРОГРАВИТАЦИИ
Развитию в ИК РАН структурных исследований 
белков, важных для медицины и биотехнологии, 
в начале XXI века способствовало расширение возможностей улучшения дифракционного качества 
кристаллов благодаря проведению экспериментов 
по их росту в условиях невесомости. Эксперименты 
по кристаллизации белков на космических летательных аппаратах, в том числе на российской космической станции “Мир”, проведенные в период 1981–
1996 гг., показали, что дифракционное качество 
белковых кристаллов, выращенных при низкой гравитации, превосходит качество контрольных наземных кристаллов [47]. Этот эффект зависит главным 
образом от особенностей транспорта при низкой 
силе тяжести белковых молекул, имеющих высокую 
молекулярную массу и низкую диффузионную подвижность, к растущему кристаллу [48].
С  2005  г. ИК РАН участвует в  совместном 
с ЦНИИ МАШ Роскосмоса проекте “Кристаллизатор” по выращиванию кристаллов высокого качества на Российском сегменте Международной 
космической станции (МКС). Значительная часть 
кристаллов белков, изучаемых в этот период, выращена в рамках этого проекта [49–54].
Для проводимых в  космосе экспериментов 
в конструкторском бюро ИК РАН были разработаны кристаллизаторы Модуль 1, Модуль 3 и изучены 
кислотами – при разрешении 1.9 и 2.2 Å соответственно [42, 43]. Описана укладка полипептидной 
цепи в субъединицах тетрамерной молекулы фермента, локализованы активные центры. Описаны 
конформационные изменения, сопровождающие 
связывание продуктов реакции. Показано, что 
ключевые аминокислотные остатки (а. 
о.) активного центра, треонин и тирозин, находятся в подвижной петле и сближаются друг с другом при образовании закрытой каталитически активной формы 
в результате перемещения подвижной петли, происходящего при связывании субстратов. Было показано, что в связывании обоих продуктов реакции 
участвуют одни и те же а. 
о. активного центра, но 
расположение большего по размеру лиганда – глутаминовой кислоты относительно каталитически 
важных остатков менее благоприятно для протекания реакции.
Мутантная форма аспарагиназы Wolinella succinigenes (WASm), которая содержала две замены 
V23Q и K24T в подвижной петле, ограничивающей активный центр, и обладала на порядок меньшей по сравнению с исходным ферментом глутаминазной активностью при полном сохранении 
аспагагиназной, была получена в 2016 г. группой 
исследователей из Государственного научно-исследовательского института генетики и селекции промышленных микроорганизмов [44]. Чтобы проследить, каким образом введенные замены влияют 
на соотношение активностей, были определены 
пространственные структуры апоформы мутанта 
и его комплексов с аспарагиновой и глутаминовой 
аминокислотами. Структура апоформы фермента 
уточнена при разрешении 1.7 Å, структуры комплексов WASm/Asp и WASm/Glu при 1.65 и 2.0 Å 
соответственно [45]. Оказалось, что три субъединицы тетрамерной молекулы WASm/Asp находятся в каталитически активной, закрытой конформации, в то время как в комплексе WASm/Glu все 
четыре субъединицы имеют неактивную открытую форму. Моделирование положения а. 
о. Gln23 
и Thr24 с использованием координат исходного 
фермента (PDB ID: 5K3O) показало, что боковые 
цепи а. 
о. образуют ряд коротких контактов с соседней субъединицей димера. Это может увеличивать 
подвижность петли и препятствовать образованию 
закрытой конформации при связывании субстрата большего объема: глутамина. Кроме того, после 
введения замен V23Q, K24T существенно меняется 
и электростатический потенциал поверхности на 
данном участке пространственной структуры.
Методом молекулярной динамики (МД) была 
исследована L-аспарагиназа Wolinella succinogenes 
дикого типа и ее мутантная форма: V23Q/K24T. 
Показано, что подвижность атомов мутантной 
формы белка существенно выше подвижности атомов белка дикого типа. Выявлены элементы структуры белка, подвижность которых наиболее сильно 
КРИСТАЛЛОГРАФИЯ 
том 69 
№ 2 
2024