Цитология, эмбриология, гистология

Министерство сельского хозяйства Российской Федерации 
Федеральное государственное бюджетное образовательное 
учреждение высшего образования 
«Самарский государственный аграрный университет» 
 
 
 
 
 
 
 
Д. Ю. Шарипова, Л. А. Минюк, Х. Б. Баймишев 
 
 
 
ЦИТОЛОГИЯ,  
ЭМБРИОЛОГИЯ, ГИСТОЛОГИЯ 
 
Практикум 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Кинель 2023 
1 

УДК 576.3(075) 
ББК 45.25 
Ш25 
Рекомендовано учебно-методическим советом 
Самарского ГАУ 
 
Резенценты: 
М. С. Сеитов, заведующий кафедрой незаразных болезней животных, ФГБОУ ВО Оренбургский ГАУ
, д-р биол. наук, проф. 
В. В. Зайцев, заведующий кафедрой биоэкологии и физиологии с.-х. 
животных, ФГБОУ ВО Самарский ГАУ
, д-р биол. наук, проф. 
 
Шарипова, Д. Ю. 
Ш25         Цитология, эмбриология, гистология : практикум / Д. Ю. Шарипова, Л. А. Минюк, Х. Б. Баймишев. – Кинель : ИБЦ Самарского 
ГАУ
, 2023. – 175 с. 
ISBN 978-5-88575-727-0 
 
Учебное пособие содержит сведения о методах гистологического исследования, особенности строения клеток животного происхождения, способы деления клеток, нарушения их нормального деления, этапы развития 
многоклеточных организмов в эмбриогенезе, особенности строения различных типов тканей. Издание состоит из трех разделов: «Цитология», 
«Эмбриология», «Гистология». Каждая тема начинается с теоритического 
обзора, в конце для проверки степени усвоения материала прилагаются контрольные вопросы.  
Предназначено для студентов, обучающихся по специальностям «Ветеринария» и «Биология». 
УДК 576.3(075) 
ББК 45.25 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
© ФГБОУ ВО Самарский ГАУ
, 2023 
© Шарипова Д. Ю., Минюк Л. А.,  
ISBN 978-5-88575-727-0                            Баймишев Х. Б., 2023 
 
 
2 

ПРЕДИСЛОВИЕ 
 
При подготовке ветеринарных врачей среди общих биологических дисциплин важное место занимают цитология, гистология, эмбриология.  
Предметом гистологических исследований являются разновидности клеток и тканей: клетки про- и эукариот, клетки животных 
одноклеточных и многоклеточных организмов, а в пределах последних – клетки различных направлений, специализаций.  
Подготовка специалистов на современном уровне, обладающих основательными теоретическими знаниями и практическими 
навыками не возможна без совершенствования самостоятельной работы студентов.  
Цель учебного пособия – научить студентов самостоятельно 
работать с учебниками, атласами, гистологическими препаратами, 
слайдами. Для проверки уровня знаний студентов к каждому разделу составлены контрольные вопросы. Дисциплина «Цитология, 
эмбриология, гистология» является одной из трудноусваиваемых, 
поэтому для выполнения предлагаемых заданий даются краткие 
сведения справочного характера. 
Приобретенные в процессе самостоятельной работы навыки, 
необходимы для формирования врачебного мышления, а также для 
экспериментальной и научно-исследовательской работы студентов. 
Приступая к практическим занятиям или самостоятельной работе, студент обязан ознакомиться с инструкцией по технике безопасности и правилами работы в гистологической лаборатории.  
 
3 

ТЕМА 1. ПРАВИЛА ПРОВЕДЕНИЯ  
ЛАБОРАТОРНЫХ ЗАНЯТИЙ  
 
Цель занятия: усвоить правила проведения лабораторных занятий, и изучения гистологических препаратов под микроскопом. 
 
На лабораторных занятиях студенты приобретают необходимые в практической работе навыки общения с гистологическим материалом, знакомятся с микроструктурой клетки, тканей и органов. 
К каждому занятию необходимо подготовиться: просмотреть 
учебник и конспект лекций с тем, чтобы иметь запас знаний, достаточный для выполнения задания. 
Для гистологических исследований необходимо уметь работать 
с микроскопом.  
Правила работы с микроскопом 
1. Поставить микроскоп на стол против левого плеча. Альбом 
положить справа от микроскопа. 
2. Револьвер с объективом 8 (малое увеличение) установить в 
рабочее положение на высоте около 1 см от предметного столика. 
3. С помощью вогнутого зеркала добиться равномерного и яркого освещения всего поля зрения. В окуляр микроскопа смотреть 
левым глазом, не закрывая правый. 
4.  С помощью макрометрического винта добиться четкого 
изображения. 
5.  При перемещении препарата на предметном столике придерживать его большим и указательным пальцами левой руки, правой вращать винты предметного столика. При этом помнить, что 
микроскоп дает обратное изображение объекта, т. е. перемещение 
препарата сверху вниз или справа налево при наблюдении под микроскопом соответствует перемещению снизу вверх или слева 
направо. 
6. После тщательного изучения препарата (топографии его частей, их величины, окраски, формы и т. д.) с помощью объектива 8 
выбрать место для исследования с помощью объектива 40 (большое 
увеличение), установив его строго в центр поля зрения. 
7. Перевести микроскоп в новый режим работы: макрометрическим винтом приподнять тубус на пол-оборота (на себя) и установить револьвер с объективом 40 в рабочее положение. 
8. Смотря сбоку (с левой стороны от микроскопа) на уровне 
предметного столика на объектив, макрометрическим винтом очень 
4 

осторожно опустить тубус до соприкосновения с препаратом. Затем 
под контролем глаза через окуляр микроскопа и вращением макрометрического винта на себя добиться четкого изображения. Если 
при наводке чувствуется малейшее сопротивление и нет четкого 
изображения, приподнять тубус и перевести, револьвер в начальное 
положение (револьвер с объективом 8). В этом случае препарат лежит на предметном столике покровным стеклом вниз, поэтому нет 
четкого изображения. При усиленном вращении макрометрического 
винта препарат или линза объектива могут быть раздавлены. Во избежание этого перевернуть препарат и повторить действия, указанные в п. 6-8. 
9. Чтобы получить более четкое изображение при работе с объективом 40, вращая винт конденсора, обеспечить наилучшее освещение объекта, прикрыть диафрагму и поднять конденсор ближе к 
предметному столику. 
10. Нельзя пользоваться микрометрическим винтом для получения четкого изображения при переходе на режим работы с большим увеличением. Он предназначен для изучения препарата в глубину во всех его плоскостях, а не для получения четкого изображения. На барабанчике микрометрического винта имеется 50 делений 
(каждое соответствует 2 мкм). Если барабанчик повернуть на 10 делений, то глубина расположения структуры клетки в срезе будет 
равна 20 мкм. Винтом делать не более двух-трех оборотов. 
11. При работе с объективом 90 (иммерсионным) поднять тубус 
и на покровное стекло нанести каплю кедрового (иммерсионного) 
масла. Затем с помощью макрометрического винта опустить тубус 
до соприкосновения фронтальной линзы с покровным стеклом. 
Осторожно вращая макрометрический винт на себя, под контролем 
глаза через окуляр добиться четкого изображения. 
12. После изучения препарата с помощью объектива 90 поднять тубус, перевести револьвер в рабочее положение (с объективом 
8) и убрать препарат. Масло с линзы объектива и препарата удалить 
тряпочкой, смоченной бензином, ксилолом или толуолом. 
Изучение препаратов сопровождается обязательной их зарисовкой. Для этого студент должен иметь альбом, мягкие простой и 
цветные карандаши. При зарисовке препарата нужно соблюдать 
масштаб, не мельчить рисунок, цвета должны соответствовать действительным цветам препарата. Рисунки следует размещать таким 
5 

образом, чтобы оставались поля для обозначений. Отмечаемые элементы лучше обозначать цифрами, а рядом или внизу в виде столбца 
записывать названия элементов. Каждый рисунок должен иметь 
четкий заголовок с указанием названия препарата и вида животного, 
от которого взят материал. 
При окончании работы – изучения и зарисовки препарата следует поднять тубус, перевести револьвер на слабое увеличение и 
только тогда снять препарат со столика микроскопа. При малом увеличении конденсор следует опускать, при большом – поднимать.  
При работе с микроскопом возникают различные затруднения. 
Наиболее типичные из них следующие. 
1. В поле зрения появляется пятно. При загрязнении окуляра 
пятно перемещается вместе с ним; в результате загрязнения фронтальной линзы, объектива при вращении окуляра пятно не перемещается; при загрязнении препарата пятно смещается вместе с ним. 
2. Нет изображения, поле зрения темное. Револьвер микроскопа не доведен до гнезда (не было щелчка). 
3. Поле зрения освещено неполностью. Неправильно установлено зеркало. 
4. Изображение нечеткое. Фронтальная линза объектива касается воды (бальзама) или глазная линза окуляра запотела. При работе с объективом 40 препарат лежит на предметном столике покровным стеклом вниз. 
5. После наводки резкость постепенно снижается. Ослаблены 
винты зеркала или опускается тубус. 
6. Четкость изображения не меняется при вращении макрометрического и микрометрического винтов. Сорвана резьба. Микрометрический винт не вращается. Он повернут до предела наверх или 
вниз. 
Правила оформления рисунков 
а) ознакомиться с описанием гистологического препарата; 
б) изучить рисунок и обозначения к нему, приведенные в таблицах, на слайдах, обучающих макетах, на рисунках демонстрационных препаратов;  
в) изучить препарат сначала визуально, затем с помощью микроскопа;  
г) использовать непосредственно препарат, а не копировать механически рисунки атласа, учебных пособий, так как при копировании нельзя понять специфики строения клеток, тканей и органов, 
6 

осмыслить морфологические, генетические и функциональные особенности тканей, различных органов.  
При работе непосредственно с препаратом закрепляются зрительные представления, вырабатываются навыки проведения экспериментов, «чтения» препаратов, мыслительного воспроизведения 
картины нормы или патологии органов при различных заболеваниях;  
д) соблюдать соотношение частей и цветность изучаемого препарата. 
 
Контрольные вопросы 
1. Какие правила работы с микроскопом вы знаете? 
2. Какие затруднения возникают при микроскопии препарата? 
 
7 

ТЕМА 2. МЕТОДЫ  
ГИСТОЛОГИЧЕСКИХ ИССЛЕДОВАНИЙ 
 
Цель занятия: изучить основные методы гистологических исследований, приготовления гистологических препаратов. 
 
Цель приготовления гистологического препарата заключается 
в том, чтобы сохранить объект исследования от разложения (гниения), сделать его удобным (контрастным, прозрачным) для изучения 
под микроскопом. Основным требованием является соблюдение чистоты при обработке объекта и последовательности ее этапов.  
В зависимости от методики приготовления выделяют временные (свежие) и постоянные гистологические препараты. Временные 
готовят из прозрачных объектов, например соскоб с внутренней поверхности слизистой оболочки щеки, мазок крови и т.д. Объект для 
исследования помещают на предметное стекло, на которое нанесена 
капля воды, физиологического раствора или глицерина, накрывают 
покровным стеклом и наблюдают под микроскопом.  
Для получения контрастного объекта иногда прибегают к слабому окрашиванию, используя безвредные (инертные) красители: 
отвары ягод черники, смородины, корнеплода свеклы, чешуи лука 
или чернила, растворы йода, метиленового синего и другие.  
Временные гистологические препараты просты в изготовлении, но не пригодны для тщательного изучения объекта, так как они 
быстро высыхают, неконтрастны, не имеют специфической окраски 
органоидов клетки. Временные препараты чаще всего используются 
как предварительные, или рекогносцировочные. 
 
Основные этапы изготовления препарата  
по схеме Ю. Т. Техвера 
1. Взятие материала. Материал (кусочки органов) для приготовления гистологического препарата берется от забитых животных, мертвых (не позднее 0,5 ч после смерти) или от живых животных путем биопсии. Площадь кусочков органа должна быть не более 1 см. 
2. Фиксация материала. После взятия материал помещают в 
фиксирующую жидкость или микротомируют в криостате. Основное назначение фиксаторов – предупредить (не допустить) гнилост8 

ные процессы в объекте исследования, уплотнить ткань и    перевести химические компоненты клеток в нерастворимое состояние. 
Применяются простые и сложные фиксаторы.  
К простым фиксаторам относятся формалин различной концентрации, спирт (метиловый, этиловый), ацетон и другие.  
Сложные фиксаторы – это многокомпонентные жидкости, которые готовятся по особым рецептам. Например, жидкость Буэна 
содержит: насыщенный раствор пикриновой кислоты – 75 мл, формалин – 25 мл, ледяную уксусную кислоту – 5 мл. Она применяется 
для фиксации органов и тканей эмбриона. Длительность фиксации – 
не более 24 ч.  
Жидкость Карнуа используется для фиксации материала, который исследуется гистохимическими реакциями на содержание нуклеиновых кислот. Она содержит: абсолютный спирт – 6 частей, ледяную уксусную кислоту – 1 часть, хлороформ 3 – части. Фиксация 
продолжается 1-2 ч. Фиксация материала проводится обычно при 
комнатной температуре. Нагревание фиксатора ускоряет процесс 
фиксации, а охлаждение замедляет.  
При фиксации необходимо соблюдать следующие правила: 
1) объем фиксирующей жидкости должен быть в 20-30 раз 
больше объема исследуемого объекта;  
2) объект должен быть полностью погружен в фиксатор;  
3) в фиксаторе не должно быть хлопьев;  
4) фиксатор можно использовать только один раз. Длительное 
нахождение в фиксирующей жидкости искажает структуру объекта, 
затрудняет приготовление гистологического препарата. 
3. Обезвоживание и уплотнение материала. Для получения 
тонких срезов необходимо уплотнение материала. Чем он плотнее, 
тем тоньше срез. Уплотнение материала проводят путем замораживания и заливки в целлоидин, парафин, смолы и т.д.  После фиксации материала в формалине его тщательно промывают водой (не менее 24 ч). Кусочки, залитые в целлоидин и парафин, обезвоживают 
путем проводки через спирты восходящей крепости (50°, 60°, 70°, 
80°, 90°, 100°). В каждом спирте материал находится 24 ч. Если 
спирт помутнеет, его заменяют новым. Объем спирта должен превышать объем материала в 100 раз. 
Заливка в парафин проводится в несколько этапов. Обезвоженный материал последовательно помещают:  
а) в смесь абсолютного спирта (100°) и ксилола или абсолютного спирта и хлороформа (равные объемы) на 2-3 ч;  
9 

б) в две порции чистого ксилола или хлороформа – на 2 ч в каждую;  
в) в насыщенный раствор парафина в ксилоле или хлороформе 
при температуре 37°С на 3 ч; 
г) в термостат в расплавленный парафин (две порции) при температуре 56°С. Время нахождения в каждой порции 1,5-2 ч. Из второй порции материал помещают в формочки для образования блоков и заливают его свежим расплавленным парафином при температуре 58°С. Затем формочки вынимают из термостата. Парафиновые блоки с залитым материалом затвердевают при комнатной температуре. Потом их подравнивают скальпелем, наклеивают этикетки и помещают на хранение в бумажные пакеты. С парафиновых 
блоков готовят срезы толщиной 3-5 мкм. 
Заливка в целлоидин также проводится в несколько этапов. 
Обезвоженный материал последовательно помещают:  
а) в смесь абсолютного спирта с эфиром (равных объемов) на 
24 ч;  
б) в 2% раствор целлоидина с абсолютным спиртом и эфиром 
на 2-7 сут;  
в) в 4%, 8%, 12% растворы целлоидина с абсолютным спиртом 
и эфиром. Время нахождения в каждом растворе – 2-4 сут;  
г) в свежий 12% раствор целлоидина, налитый в открытую 
чашку Петри (для получения достаточной плотности). Через 2-3 дня 
спирт и эфир испарятся, а целлоидин уплотнится. Из него вырезают 
блоки с материалом и хранят в 70° этиловом спирте. С целлоидиновых блоков готовят срезы толщиной до 7-12 мкм. 
4. Получение срезов. Срезы готовят с помощью специальных 
приборов – микротомов. Существуют:  
а) замораживающие микротомы (для получения срезов с замороженных кусочков),  
б) санные, или салазочные;  
в) вертикальные, или качающиеся (для получения срезов с кусочков, залитых в парафин);  
г) ультрамикротомы (для получения тонких срезов при электронной микроскопии). 
5. Окрашивание срезов. Гистологических красителей очень 
много. Выбирают их в зависимости: а) от цели исследования объекта; б) способа фиксирования.  
Выделяют три группы красителей. 
10